lunes, 8 de diciembre de 2014


Simmons Citrato Agar

Medio utilizado para la diferenciación de enterobacterias, en base a la capacidad de usar citrato como única fuente de carbono y energía.

Fundamento
En el medio de cultivo, el fosfato monoamónico es la única fuente de nitrógeno y el citrato de sodio es la única fuente de carbono. Ambos componentes son necesarios para el desarrollo bacteriano. Las sales de fosfato forman un sistema buffer, el magnesio es cofactor enzimático. El cloruro de sodio mantiene el balance osmótico, y el azul de bromotimol es el indicador de pH, que vira al color azul en medio alcalino. El medio de cultivo es diferencial en base a que los microorganismos capaces de utilizar citrato como única fuente de carbono, usan sales de amonio como única fuente de nitrógeno, con la consiguiente producción de alcalinidad.
El metabolismo del citrato se realiza, en aquellas bacterias poseedoras de citrato permeasa, a través del ciclo del ácido tricarboxílico. El desdoblamiento del citrato da progresivamente, oxalacetato y piruvato. Este último, en presencia de un medio alcalino, da origen a ácidos orgánicos que, al ser utilizados como fuente de carbono, producen carbonatos y bicarbonatos alcalinos. El medio entonces vira al azul y esto es indicativo de la producción de citrato permeasa.

Fórmula (en gramos por litro)
Instrucciones
Citrato de sodio
2.0
Suspender 24,2 g del medio deshidratado por litro de agua destilada. Dejar reposar 5 minutos y mezclar calentando a ebullición durante 1 o 2 minutos. Distribuir en tubos y esterilizar en autoclave a 121°C durante 15 minutos. Enfriar en posición inclinada.
Cloruro de sodio
5.0
Fosfato dipotásico
1.0
Fosfato monoamónico
1.0
Sulfato de magnesio
0.2
Azul de bromotimol
0.08
Agar
15.0
pH final: 6.9 ± 0.2

Siembra
A partir de un cultivo puro de 18-24 horas, sembrar en superficie un inóculo ligero , usando una ansa sin arrastrar el agar.

Incubación
A 35-37 ºC, durante 24-48 horas, en aerobiosis.
Algunos microorganismos pueden requerir hasta 4 días de incubación.

Resultados

-Positivo:
crecimiento y color azul en el pico, alcalinidad.
-Negativo: el medio permanece de color verde debido a que no hay desarrollo bacteriano y no hay cambio de color.

Microorganismo
Citrato permeasa
Color del medio
Klebsiella pneumoniae ATCC 700603
Positivo
Azul
S. typhimurium ATCC 14028
Positivo
Azul
E. coli ATCC 25922
Negativo
Verde
S. flexneri ATCC 12022
Negativo
Verde

Limitaciones
-Si se usa un inóculo denso para sembrar el medio de cultivo, puede variar el color del pico del verde al amarillo-amarronado.
Esto no afecta el color verde del resto del medio de cultivo, pero puede afectar la visualización azul de un resultado positivo.
-Inóculos muy densos, pueden originar resultados falsos positivos.
-Cuando se siembra una serie de pruebas bioquímicas a partir del mismo cultivo, se debe esterilizar la aguja de inoculación antes de inocular la prueba del citrato o sino inocularla primero. Cualquier arrastre de materia orgánica puede originar resultados falsos positivos.

Características del medio
Medio preparado: verde.
Almacenamiento
Medio deshidratado: a 10-35 ºC.
Medio preparado: a 2-8 ºC.

(Urea Agar Base).

Medio utilizado para diferenciar microorganismos en base a la actividad ureásica.
Se utiliza para identificar bacterias que hidrolizan urea, tales como Proteus spp., otras enterobacterias y estafilococos.


Fundamento
En el medio de cultivo, la tripteína y la glucosa, aportan los nutrientes para el desarrollo de microorganismos. El cloruro de sodio mantiene el balance osmótico, y el rojo de fenol es el indicador de pH.
Algunas bacterias hidrolizan la urea por medio de la enzima ureasa liberando amoníaco y dióxido de carbono. Estos productos alcalinizan el medio haciendo virar el rojo de fenol del amarillo al rojo. En este medio, la fermentación de la glucosa activa la enzima ureasa, acelerando la velocidad del metabolismo en aquellos organismos que hidrolizan lentamente la urea, como especies de Enterobacter o Klebsiella.

 

Fórmula (en gramos por litro)
Instrucciones
Tripteína
1.0
Suspender 24 g de polvo en 950 ml de agua destilada. Dejar reposar 2 minutos. Esterilizar en autoclave a 121°C durante 15 minutos. Enfriar a 50°C y agregar 50 ml de una solución de urea al 40% previamente esterilizada por filtración o cloroformo. Fraccionar en tubos de hemólisis y solidificar en pico de flauta con fondo profundo.
Glucosa
1.0
Cloruro de sodio
5.0
Fosfato monopotásico
2.0
Rojo de fenol
0.012
Agar
15.0
pH final: 6.8 ± 0.2

Siembra


A partir de un cultivo puro de 18-24 horas, estriar la superficie del pico de flauta. Algunos microorganismos pueden requerir mayor tiempo de incubación.
Se recomienda no punzar la capa profunda para controlar el color.


Incubación
En aerobiosis, durante 24-48 horas a 35-37 °C.


Resultados

Microorganismo
Actividad ureásica
Color del medio
Proteus mirabilis ATCC 43071
Positiva
Rojo-Rosado
K. pneumoniae ATCC 700603
Positiva débil
Rojo-Rosado
Escherichia coli ATCC 25922
Negativa
Amarillo
S. flexneri ATCC 12022
Negativa
Amarillo
S. typhimurium ATCC 14028
Negativa
Amarillo

 

Limitaciones
-Bacterias que hidrolizan lentamente la urea, como ser Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter, viran al color rojo-rosado de todo el medio de cultivo luego de varios días de incubación.
-No calentar o sobrecalentar el medio de cultivo porque la urea se descompone facilmente.
Características del medio
Medio preparado: amarillo


Almacenamiento
Medio deshidratado: a 10-35 ºC.
Medio preparado: a 2-8 ºC.

jueves, 4 de diciembre de 2014

AGAR DE MUELLER HINTON


PRUEBA DE SENSIBILIDAD A ANTIBIÓTICOS Y CULTIVOS DE Neisseria.

En un medio muy rico en nutrientes que se recomienda para el aislamiento y desarrollo de gonococos y meningococos. También se emplea, sobre todo, en las pruebas de sensibilidad (antibiogramas).

FORMULA POR LITRO DE AGUA PURIFICADA

Extracto de Carne 2.0 g

Peptona de Caseína Acida 17.5 g

Almidón 1.5 g

Agar 17.0 g

pH final 7.4  0.2

 

Preparación:

1.- Suspender 38 g del medio deshidratado en un litro de agua purificada.

2.- Remojar durante 10 a 15 minutos.

3.- Mezclar bien agitando frecuentemente.

4.- Hervir durante un minuto y esterilizar a 121 ºC por un tiempo no mayor de 15 minutos.

5.- Enfriar a 40-45ºC y vaciar en cajas de Petri. Si se desea, pueden prepararse placas o tubos de agar “chocolate”, previa adición de sangre de carnero o humana, preferiblemente la primera, calentando en baño María a 80ºC 10 minutos.

NO SOBRECALENTAR .

Usos:

Es un medio útil para el desarrollo de bacterias del género Neisseria. Se recomienda incuba las cajas a 35ºC, en atmósfera de CO2 .

El Medio deberá mantenerse húmedo en su superficie; esto puede lograrse si dentro de la jarra de anaerobiosis se coloca un sobre generador de anaerobiosis cerrando herméticamente.

Para realizar las pruebas de sensibilidad con sulfonamidas, las cajas deben examinarse después de 12 a 18 horas de incubación.

Después se tendrán que revisar periódicamente las zonas de inhibición ya que el microorganismo puede desarrollarse cuando la concentración del agente antimicrobiano comienza a disminuir.

Se obtienen mejores resultados para aislar Neisserias patógenas preparando un agar chocolate con el Mueller Hinton adicionándole a cada 100 mL del medio terminado y fluido 1.0 mL de la suspensión VCN más 1.0 mL de polienriquecimiento.
AGAR DE MAC CONKEY

 

Medio empleado ampliamente para aislar e identificar selectivamente a enterobacterias como Salmonella, Shigellas y coliformes a partir de heces fecales, orinas, aguas negras y diversos alimentos.

FORMULA POR LITRO DE AGUA PURIFICADA:

Peptona de Gelatina 17.0 g

Peptona de Caseína 1.5 g

Peptona de Carne 1.5 g

Lactosa 10.0 g

Sales Biliares 1.5 g

Cloruro de Sodio 5.0 g

Agar 13.5 g

Rojo Neutro 0.03 g

Cristal Violeta 0.001 g

pH final 7.1  0.2

Preparación:

1.- Suspender 50 g. del medio deshidratado en un litro de agua purificada.

2.- Remojar entre 10 y 15 minutos.

3.- Calentar a ebullición, agitando con frecuencia y hervir durante un minuto.

4.- Esterilizar a 121ºC durante 15 minutos.

5.-Enfriar a 45-50ºC y vaciar en cajas de Petri 20 mL por placa.

Dejar solidificar y luego invertir las cajas para evitar que se deposite un exceso de humedad en la superficie del medio.

Usos:

El espécimen puede sembrarse directamente en la placa por estría superficial, o bien inocularlo en medios líquidos de enriquecimiento, tales como Base de Caldo Tetrationato Cat 21 16 83, Caldo Selenito Sodio Cat. 22 03 00 o Caldo GN Hajna Cat. (22 76 00). Incubar placas y caldos a 35ºC de 18 a 24 horas.

Hacer resiembras de estas últimas en placas de Agar de MacConkey y volver a incubar.

Se recomienda sembrar simultáneamente las muestras en otros medios más selectivos tales como Eosina y Azul de Metileno (Cat. 21 06 00) Agar SS (Cat. 21 44 00) Agar XLD (Cat. 21 17 41) Agar Entérico Hektoen (Cat. 22 44 00) Agar Sulfito de Bismuto (Cat.21 17 45) (altamente específico para Salmonella typhi), Agar Verde Brillante (Cat. 21 45 00) especial para Salmonellas.

Los gérmenes Gram positivos son inhibidos por las sales biliares y el cristal violeta. Las enterobacterias fermentadoras de la lactosa bajan el pH del medio que es detectado por el indicador rojo neutro dando colonias rojas o rosadas. Las no fermentadoras de la Lactosa dan colonias transparentes, incoloras o ambarinas.

En el agar de MacConkey crecen también bacilos Gram negativos que no pertenecen a la familia Enterobacteriaceae, como Pseudomonas y Aeromonas. Asimismo, pueden desarrollarse en número reducido colonias puntiformes de Streptococus fecalis (enterococos) de color rojo y de algunos estafilococos cuyas colonias son pequeñas, opacas de color rosa pálido.
AGAR DE HIERRO Y TRIPLE AZUCAR (AGAR TSI)


DIFERENCIACIÓN E IDENTIFICACIÓN DE ENTEROBACTERIAS
 
Medio diferencial muy usado en la identificación de enterobacterias patógenas y saprófitas en los análisis bacteriológicos rutinarios de heces, principalmente.
Este medio se usa como clave para iniciar la identificación de enterobacterias en algunos esquemas de la FDA.
 
FORMULA POR LITRO DE AGUA PURIFICADA
Peptona de Caseína 10.0 g
Peptona de Carne 10.0 g
Cloruro de Sodio 5.0 g
Lactosa 10.0 g
Sacarosa 10.0 g
Dextrosa 1.0 g
Sulfato de Amonio Férrico 0.2 g
Rojo de Fenol 0.025g
Agar 13.0 g
Tiosulfato de Sodio 0.2 g
pH final 7.3  0.2
 



 
Preparación:
1.- Suspender 59.4 g del medio deshidratado en un litro de agua purificada.
2.- Remojar de 10 a 15 minutos.
3.- Calentar agitando con frecuencia hasta ebullición y completa disolución.
4.- Esterilizar a 118º durante 15 minutos. Los tubos se deben enfriar en posición inclinada de manera que el medio de cultivo en el fondo del tubo alcance una profundidad de 1.5 a 2.0 cm.
 
Usos:
Su modo de ación es semejante al medio de Kliger que contiene azúcares, adicionado además con 1% de sacarosa. Esto permite el reconocimiento y exclusión de Proteus.
Hafnia y Providencia no fermentan la lactosa o lo hacen muy lentamente y sí en cambio fermentan la sacarosa con bastante rapidez, lo cual permite excluir a ese grupo de bacterias de Salmonella y Shigella.



 
AGAR DE HIERRO DE KLIGER

DIFERENCIACIÓN DE ENTEROBACTERIAS
 
El Agar de Hierro de Klieger es un medio para diferenciar bacilos entéricos Gram negativos en una forma similar al Agar de Hierro y Triple Azúcar (TSI) y se basa en las mismas propiedades de fermentar la glucosa y Lactosa junto con la formación de sulfuros.
FORMULA POR LITRO DE AGUA PURIFICADA:
Peptona de Caseína 10.0 g
Peptona de Carne 10.0 g
Lactosa 10.0 g
Dextrosa 1.0 g
Cloruro de Sodio 5.0 g
Citrato de Amonio Férrico 0.5 g
Tiosulfato de Sodio 0.5 g
Rojo de Fenol 0.025 g
Agar 15.0 g
pH final 7.4  0.2
 
 
 
 
Preparación:
1.- Suspender 52 g del medio deshidratado en un litro de agua purificada.
2.-.Agregar 10 mL de glicerol y mezclar muy bien
3.- Remojar de 10 a 15 minutos para que se hidraten correctamente las partículas de agar
4.- Calentar agitando frecuentemente y hervir hasta que se disuelva el medio completamente por un minuto.
NO SOBRECALENTER
5.- Distribuir en tubos de ensaye o matraces y esterilizar en autoclave a 12°C durante 15 minutos.
6.- Distribuir en tubos de ensaye dejando a estos últimos que se solidifiquen en posición inclinada, de manera a obtener superficies prolongadas, es conveniente su utilización el mismo día de su preparación.
 
Usos:
Inocular los tubos por estría superficial con la colonia en estudio y por picadura en el fondo del medio.
Las bacterias fermentadoras de la lactosa acidifican totalmente superficie y picadura desarrollando un color amarillo en todo el medio.
Los microorganismos que no la fermentan acidifican solamente el fondo del medio, permaneciendo la superficie roja cereza. La formación de ácido sulfhídrico se observa como un ennegrecimiento este puede ser tan fuerte que casi todo el medio se desarrolla el color negro o puede ser ligero y se observa de preferencia en la picadura del medio.
Los resultados se interpretan de igual forma que para el medio Agar de Hierro y Triple Azúcar.
 
 
 
AGAR PARA ESTAFILOCOS Nº 110




Es un medio altamente selectivo para el aislamiento e investigación de estafilococos.

El medio contiene gelatina y manitol facilitando así el aislamiento de estafilococos que atacan y degradan dichas substancias.

FORMULA POR LITRO DE AGUA PURIFICADA:

Extracto de Levadura 2.5 g

Peptona de Caseína 10.0 g

Gelatina 30.0 g

Lactosa 2.0 g

D-Manitol 10.0 g

Cloruro de Sodio 75.0 g

Fosfato Dipotásico 5.0 g

Agar 15.0 g

pH final 7.0 ± 0.2




 
 Preparación:
1.- Suspender 149 g del medio deshidratado en un litro de agua purificada.
2.- Remojar de 10 a 15 minutos.
3.-Homogeneizar y calentar agitando frecuentemente.
4.- Hervir durante un minuto.
5.- Esterilizar a 121°C durante 15 minutos.
6.-Una vez esterilizado homogeneizar para suspender el precipitado y vaciar en cajas de Petri. El medio puede emplearse sin esterilizar, hirviéndolo durante 5 minutos.
Usos:
El Agar para Estafilococos No.110 se emplea para aislar estafilococos de procesos purulentos, casos de neumonía, meningitis, forunculosis, uretritis, vaginitis, etc.